PRÁCTICA 11: Meiosis
INTRODUCCION:
En una se busca promover el desarrollo de habilidades para la observación de células asociadas a la mesiosis. Posteriormente la identificación de células reproductivas de organismos dioicos.
Para el reporte de práctica se recomienda investigar el marco de referencia teórico de la sesión, así como la introducción para el reporte, por parte del estudiante
Información relacionada con el marco de referencia:
Revise los estadios de la meiosis, esquematícelos y resuma las características de cada estadio.
Competencia: Comparar las metodologías convencionales para la descripción de los estadios de la división celular, explorando las técnicas de microscopia en forma profesional
Materiales y Equipos
Estuche de disección
Cubreobjetos y Portaobjetos
Vaso de precipitado de 50 ml
Tubos cónicos de centrífuga de 15 mL
Pipetas Pasteur con bulbo.
Pipetas graduadas de 5 mL
Caja de Petri
Porta y cubre objetos
Estuche de disección
Solución Wright y Fijador "buffer"
Aceite de inmersión
Preparaciones permanentes de diferentes tejidos gaméticos
Termoplato
¿Qué debe llevar al laboratorio?
Microscopio compuesto y papel para limpiar microscopio
Para la sesión de laboratorio se espera contar con donadores de esperma.
METODOLOGIA:
NOTA IMPORTANTE PARA LA PRACTICA SE TENDRAN DISPONIBLES LAMINILLAS DE GONADAS DE DIFERENTES TIPOS DE ORGANISMOS NO SERA NECESARIO SACRIFICAR A UN ORGANISMO.
Por otro lado, será muy interesante contar con donadores de esperma para observar los espermas en vivo
Observación de espermas en vivo
1. A partir de la muestra donada, tome una gota de semen y deposítelo en un portaobjetos.
2. Coloque un cubreobjetos y observe con los menores aumentos, utilizando la menor cantidad de luz posible.
3. Observe las células, con el mayor aumento de 100x utilizando adecuadamente el aceite mineral, la iluminación Kölher y optimizando la iluminación,
4. Esquematice lo observado.
Tinción Wright
Preparación de laminillas.
1. Con una pipeta Pasteur tomar una muestra de esperma y colocar una gota en un extremo de un portaobjetos.
2. Con el extremo de un segundo portaobjetos distribuir la muestra de manera homogénea a manera de frotis, repartiendo lo mejor posible la muestra.
3. Agregar 3 gotas de solución Wright y cubriendo el portaobjetos en el interior de una caja Petri.
4. Esperar 5 minutos
5. Agregar 3 gotas del fijador "búfer".
6. Esperar 7 minutos.
7. Lavar con agua destilada.
8. Secar al aire.
9. Observar al microscopio
Observación de laminillas
1. Observe el tejido utilizando los menores aumentos, hasta localizar zonas donde se puedan identificar claramente a las células.
2. Incremente el aumento hasta 100x utilizando adecuadamente el aceite mineral.
3. Utilizando la iluminación Kölher y optimizando la iluminación, observe las células, procurando identificar orgánelos internos, especialmente del sistema de membranas.
4. Esquematice sus observaciones, indicando los datos de la laminilla y técnica de tinción.
No se olvide utilizar ampliamente el sistema de iluminación así como los campos de poca y gran profundidad, así como el uso del micrómetro para el adecuado enfoque por cada campo.
Observación de laminillas
1. En cada una de las laminillas procure reconocer los diferentes tipos de gametos. Utilice el microscopio a 100x.
Esquematice sus observaciones e intérprete lo observado.
Actividad complementaria, básica para las prácticas siguientes. Uso de los micropipeteadores automáticos
Para las siguientes sesiones es importante poder manejar adecuadamente los micropipeteadores automáticos, particularmente en las sesiones relacionado con los aspectos del estudio del adn.
Materiales y equipos requeridos:
Puntas de pipeteador automático, Pipeteas Pasteur
Pipetas de diferentes medidas
Minifuga
Pipeteadores automáticos
Pistones para pipetas
Ejercicio a:
- Deposite los siguientes volúmenes (en microlitros):
Tubo |
Solución I |
Sol. II |
Sol. III |
1 |
40 |
15 |
--- |
2 |
40 |
--- |
40 |
3 |
40 |
10 |
10 |
- Centrifugue
- Extraiga las fases y anote los volúmenes recuperados.
Ejercicio b:
- Deposite en un trozo de papel aluminio los siguientes volúmenes:
Muestra |
Solución I |
Sol. II |
Sol. IV |
1 |
4 |
--- |
2 |
2 |
4 |
4 |
2 |
- Homogeneice y solo coloque el agua con el colorante en el pozo del gel, en la muestra 2, tenga cuidado de no agregar aceite
Ejercicio c:
- Deposite los siguientes volúmenes en un tubo (en microlitros):
Tubo |
Solución I |
Sol. II |
Sol. III |
1 |
0.5 |
0.5 |
--- |
2 |
0.5 |
--- |
0.5 |
3 |
0.3 |
0.3 |
0.4 |
- Centrifugue y extraiga el volumen completo, que en los tres ejercicios debe ser de 1 microlitro
Ejercicio d:
Para cada pipeteador:
1.- En una balanza coloque un recipiente (acorde a los volúmenes que posteriormente se manejaran)
2.- Acorde al pipeteador, tome el menor volumen posible de agua destilada y coloque en el recipiente que tiene en la balanza, anote el resultado.
3.- En eventos independientes, tome al menos 4 volúmenes diferentes de agua destilada y colóquelo en el recipiente que tiene en la balanza, anote el resultado.
4.- Grafique el resultado para cada pipeteador, anotando el número de inventario del equipo.
Con pipetas de gran volumen (mayor del mL)
Para las siguientes sesiones prácticas también se requiere un dominio de las técnicas de pipeteo de grandes volúmenes, por lo que se plantean solo recomendaciones específicas:
Nunca se aspire con la boca.
No moje los pistones con los reactivos.
Recomendaciones para plasmar los resultados y su análisis
Analice cada uno de los pasos, con base en la información teórica de la práctica, es decir interprete lo que se hace en cada paso.
Con base en el análisis, describa puntualmente lo que aprendió.
